Los hemocultivos son la mejor prueba y el estándar de oro para establecer un diagnóstico e implementar el tratamiento de las infecciones del torrente sanguíneo porque confirman la presencia de microorganismos, identifican la etiología microbiana de la infección y guían las pruebas de susceptibilidad a los antibióticos de los microorganismos; con ello, optimizan la terapia antimicrobiana.^1-3

La recolección de la muestra es un paso crucial en el proceso de hemocultivo. Pero entre los factores que afectan el rendimiento de los hemocultivos encontramos la técnica de asepsia de la piel o sitio de toma del catéter venoso central, el volumen de sangre, número de muestras y el tiempo de incubación.

Sin embargo, aunque la extracción de muestras para hemocultivos resulte una técnica sencilla, se informa que las proporciones de hemocultivos contaminados^4-6 oscilan entre 1.2 y 12.5%, lo cual puede dar origen a diagnósticos y tratamientos erróneos, cuyo desenlace para el paciente puede traducirse en incrementos en la morbimortalidad, así como en terapia innecesaria de antibióticos, mayor estancia hospitalaria y gasto económico elevado para el sistema de salud.¹

El CLSI (Clinical Laboratory Clinical Standards Institute) recomienda tasas de contaminación que no excedan el 3% del total de los hemocultivos procesados y el óptimo o el deseable del 1%.⁷

El origen más frecuente de la contaminación extrínseca de los hemocultivos por venopunción es la propia microbiota cutánea del paciente. Varios estudios sugieren que la contaminación se produce en el proceso preanalítico, es decir, durante la extracción, que incluye:

• higiene de las manos de la persona que realiza el procedimiento;
• asepsia y antisepsia de la piel antes de la venopunción⁸;
• desinfección del tapón de hule del frasco antes de la inoculación de la muestra⁹;
• limpieza y desinfección del torniquete^10,11y
• mantenimiento de la técnica estéril

Por lo tanto, debemos enfatizar la limpieza y desinfección de la piel o dispositivo vascular, así como la desinfección del sitio de punción del tapón de hule de los frascos de hemocultivo.^9,11

Además, es importante considerar el tipo de desinfectante seleccionado. De acuerdo con las recomendaciones internacionales, la desinfección de la piel debe realizarse con antisépticos de nivel intermedio de la clasificación de Spaulding. Pueden ser alcohol etílico o isopropílico al 70%, en combinación con clorhexidina al 2% o yodopovidona al 10%, de acuerdo con los antecedentes o no de alergia de los pacientes.¹²

La sensibilidad de un solo set de hemocultivos es limitada y no será posible diferenciar una bacteriemia real de una falsa (por bacterias relacionadas con contaminación).

Por lo general, un contaminante estará presente únicamente en un frasco del set (un set es el conjunto de dos frascos de hemocultivos: uno aeróbico y otro anaeróbico, que se inoculan durante una sola venopunción), en contraste con una verdadera infección del torrente sanguíneo, en la que dos sets de hemocultivos son positivos.⁷

Un hemocultivo se considera contaminado cuando se aísla (en un solo set) alguna de las siguientes bacterias: estafilococos coagulasa negativo, Micrococcus spp, Bacillus spp (excepto Bacillus antracis), Cutibacterium acnes o Corynebacterium spp.^9,13,14 Cabe mencionar que estas bacterias pueden ser consideradas patógenos en determinadas situaciones.¹⁵

En el caso de sospecha de infección asociada con dispositivos intravasculares (DIV), se requiere de la extracción de sangre periférica por punción directa, además de las diferentes vías del catéter para establecer el diagnóstico.

De acuerdo con la literatura, la toma de hemocultivos por catéter se asocia con altas tasas de contaminación, especialmente por estafilococos coagulasa negativo²; por ello, sólo se debe considerar tomar la muestra a través del DIV, cuando se sospecha de él como origen de la infección.

La toma de muestras sanguíneas para hemocultivos deberá ser realizada por personal de salud capacitado con la finalidad de disminuir el porcentaje de hemocultivos contaminados (producto no conforme).^2,9,16

Objetivo

El objetivo de esta guía de práctica clínica (GPC) para la toma de muestras sanguíneas para hemocultivos es estandarizar la etapa preanalítica, acorde con procedimientos consensuados en la literatura científica internacional.

Alcance

Está dirigida a todo el personal calificado y capacitado para la toma de muestras sanguíneas para hemocultivos, en pacientes ambulatorios y hospitalizados en el sector público o privado con el fin de estandarizar la toma y proporcionar una guía completa, que sea auxiliar para consulta y que garantice la toma correcta de la muestra para su proceso.

Justificación

Las técnicas de toma, conservación y transporte de las muestras de sangre para hemocultivos son diferentes en cada país de América Latina porque las guías actuales están escritas en lenguas distintas al español y la disponibilidad de dispositivos es diferente. Así, es imperativo consensuar y publicar una GPC que implemente la estandarización de procedimientos en nuestra región.

Metodología

Esta GPC se elaboró gracias al trabajo de un grupo multidisciplinario y representativo de diversas áreas de atención, quienes realizaron búsquedas bibliográficas sistemáticas para la selección de las referencias con mayor evidencia y aplicabilidad para los objetivos de esta guía.

Solicitud de la prueba

La solicitud de hemocultivos debe presentarse mediante un proceso estandarizado, en papel (no debe tener tachaduras, ni enmendaduras) o en archivo electrónico. El laboratorio debe garantizar que el personal de salud haya recibido capacitación para llenar de forma correcta y completa la solicitud. La información debe ser legible, clara, oportuna y veraz. Los datos que deben incluirse en la solicitud tienen como finalidad que el laboratorio conozca el contexto del paciente; se sugieren los siguientes⁷:

• Datos completos del personal de salud; firma, cédula profesional y teléfono para su localización
• Nombre completo del paciente (nombre(s), apellidos paterno y materno). En caso de ser paciente ambulatorio también se debe registrar su número telefónico.
• Fecha de nacimiento (año, mes, día)
• Sexo
• Edad
• Procedencia (ambulatorio u hospitalizado)
• Fecha de solicitud
• Tipo y procedencia de la muestra (venopunción, tipo de catéter, localización, lumen)
• Número de la muestra
• Fecha y hora de recolección de la muestra
• Diagnóstico clínico e infectológico
• Uso previo de antimicrobianos

Asimismo, debe incluirse cualquier información e instrucciones adicionales relevantes y necesarias para considerarse de forma oportuna.^1,7,17

Identificación del paciente y de la muestra

1. Verifique que la indicación corresponde al paciente correcto.¹⁷
2. Etiquete cada uno de los frascos de los hemocultivos. La información que debe figurar en la etiqueta de todas las muestras de hemocultivo incluye:
   • Nombre completo del paciente
   • Fecha de nacimiento
   • Procedencia de la muestra (sangre periférica, por punción directa o tipo de catéter, localización y lumen)
   • Número de la toma
   • Fecha y hora de recolección de la muestra
   • Identificador de la persona que tomó la muestra
   • Cualquier otra información requerida por la organización (indicar la cantidad de sangre inoculada, en caso de ser menor a la establecida por la condición clínica del paciente)

Los frascos de hemocultivos deben etiquetarse inmediatamente después de la flebotomía⁷ o pueden estar etiquetados desde el inicio de la venopunción. NO remueva o cubra el código de barras adheridos a ellos (Figura 1).³

Material^6,18

• Clorhexidina al 2% con alcohol etílico o isopropílico al 70% o yodopovidona al 10%
• Guantes estériles
• Torniquete plano libre de látex
• Dispositivo de seguridad para venopunción
• Jeringas de 20 mL
• Toallas o algodón con alcohol etílico o isopropílico (70%)
• Frascos para hemocultivo de acuerdo con la indicación microbiológica (aerobio, anaerobio para adulto, pediátrico, por lisis, para micobacterias)
• Etiquetas para registrar los datos del paciente
• Vendaje compresivo

Recomendaciones (R)

R. En caso de hemocultivos por venopunción, no se recomienda el uso de campo hendido estéril.

R. Revise la fecha de caducidad de los frascos de hemocultivos y no utilice botellas que muestren signos de deterioro o contaminación.

R. Garantice que los frascos para hemocultivos se almacenen en la temperatura y condiciones que recomienda el fabricante.

R. Lave y desinfecte el torniquete desechable entre cada toma (en caso de que sea reutilizable).

R. Realice la higiene de manos, de acuerdo con la técnica de la Organización Mundial de la Salud (OMS).¹⁷

R. En caso de hipersensibilidad a la clorhexidina o en pacientes con peso menor a 1,700 kg, utilice alcohol al 70% (dos veces).

R. En caso de hipersensibilidad al yodo, utilice una solución de alcohol etílico o isopropílico al 70% (dos veces).

Preparación del área

R. El personal de salud debe realizar la punción venosa en un ambiente limpio, bien iluminado, tranquilo y privado.¹⁹

R. El espacio para la toma de muestras en atención ambulatoria debe contar con:

• Área de higiene de manos
• Contenedor con bolsa para basura (papel y todo lo que no contenga restos de sangre)
• Contenedor con bolsa roja para desechos que contengan sangre (bolsa roja para residuos peligrosos biológico-infecciosos [RPBI])
• Contenedor para desechos punzocortantes (RPBI)
• Preferentemente silla con bracera para los pacientes
• Cajonera que contenga todo el material para la flebotomía (guantes, agujas, equipo alado, tubos, etc.)

R. Dentro del área, se recomienda contar con una silla para el personal de salud (flebotomista).¹⁹

R. Se recomienda una silla de superficie lisa para el paciente. Los brazos de las sillas deben limpiarse con desinfectante entre pacientes y cuando estén visiblemente sucios.¹⁹

Nota. Las temperaturas elevadas pueden generar excesiva sudoración y, en consecuencia, deshidratación y/o mareos. En cambio, las temperaturas bajas pueden provocar vasoconstricción y dificultar la recolección de la muestra.¹⁹

Precauciones estándar

Todas las muestras de los pacientes deben ser consideradas potencialmente infecto-contagiosas. Las precauciones estándar integradas en esta guía evitan la transmisión de agentes infecciosos.¹⁷

Uso del equipo de protección personal

R. Se deberá usar el equipo de protección personal de acuerdo con la normativa.¹⁷

Solicitud de estudio

R. Se debe verificar la solicitud del estudio requisitada por la médica o el médico. De no ser una solicitud clara, se recomienda localizar a la médica o médico para definirlo.

R. Evite el uso de abreviaturas en las solicitudes para prevenir confusiones.

Identificación del paciente

Es fundamental identificar correctamente al paciente; por lo que se debe enfatizar que todo el personal de salud es responsable de ello. Asimismo, se debe hacer partícipes a los pacientes en todas las fases del proceso e informarles acerca de la relevancia de su correcta identificación.

R. El paciente debe identificarse con su nombre completo (nombre(s), apellidos paterno y materno), fecha de nacimiento, sexo y folio o registro interno de la institución de atención, el cual debe ser único para cada paciente y/o contar con un documento de identidad oficial.

Nota. El error de identificación del paciente es menor cuando se emplean por lo menos dos identificadores (se recomienda: nombre completo y la fecha de nacimiento, de acuerdo con la AESP 1).^17,19

R. Para la identificación positiva del paciente, se deben realizar las siguientes preguntas: “¿Me puede decir su nombre completo?” y/o “¿cuál es su fecha de nacimiento?” (importante verificar en la solicitud).

Nota. Se recomienda realizar la verificación mostrando el etiquetado de los contenedores para la recolección.

R. Si los datos de nombre y fecha no concuerdan con el etiquetado en los contenedores de recolección, se debe reiniciar el proceso.

R. En pacientes hospitalizados, la identificación y verificación de datos se debe realizar con el brazalete. Si el paciente está consciente, se deben hacer las preguntas de identificación descritas en la recomendación anterior.

R. Si el paciente está inconsciente, lleve a cabo la verificación con las mismas preguntas al personal de salud a cargo del paciente.

R. Al paciente de emergencia no identificado se le deberá dar una designación temporal, pero clara, hasta que se realice una identificación precisa. En casos particulares, para evitar confusiones con respecto a los pacientes homónimos, se procederá a verificar su identidad, usando una identificación oficial, así como utilización de la técnica de redundancia y/o verificación cruzada de datos.

Nota. La técnica de redundancia es un método que consiste en intensificar, subrayar y repetir, así como recopilar información contundente para la identificación correcta de los pacientes.

Aplicación del torniquete

R. El torniquete debe aplicarse sólo cuando las venas no sean visibles o no puedan identificarse.

R. La aplicación del torniquete no debe durar más de un minuto, un palmo (10 cm) por encima del lugar de punción deseado. El pulso aún debe poder percibirse.¹⁹

R. El torniquete debe quitarse una vez que fluya la sangre al interior del frasco de extracción.

R. Se recomienda utilizar un torniquete por paciente. La evidencia demuestra que los torniquetes reutilizables pueden colonizarse con microorganismos multirresistentes y, por lo tanto, servir como reservorio y fuente de transmisión de diversos patógenos. En caso de reutilizar, se deben desinfectar o lavar.

Preparación del área de punción

1. Presentarse y explicarle al paciente el procedimiento que se realizará.
2. Realice higiene de manos con agua y jabón antiséptico con clorhexidina al 2% o con solución a base de alcohol, de acuerdo con el procedimiento de la OMS.¹⁷
3. Identifique la zona a puncionar, si es necesario coloque el torniquete por unos segundos para observar mejor la vena a puncionar.
4. Realice nuevamente la higiene de manos y prepare el material a utilizar (abra el empaque de las gasas y del dispositivo de seguridad con el que se va a realizar la punción, los guantes y retire la tapa del antiséptico o en su caso retire el empaque del blíster).
5. Realice la antisepsia de la piel por fricción durante 30 segundos, con alcohol isopropílico al 70% combinado con clorhexidina al 2% en un diámetro de 5 a 10 cm, comience del centro a la periferia mediante un trazo en espiral. Permita el secado.

En caso de contraindicación para utilizar clorhexidina, será posible utilizar alcohol al 70%, seguido de yodopovidona como segundo desinfectante en un diámetro de 5 a 10 cm. Comience del centro a la periferia mediante un trazo en espiral, y deje actuar de acuerdo con el tiempo indicado por el fabricante.

Aplicación de antiséptico

Pre-empacado

Tome el aplicador del antiséptico con la mano que tiene el guante estéril y aplíquelo en el sitio a puncionar, del centro a la periferia, abarcando de 5 a 10cm de diámetro; permita que éste seque solo.

Presentación multidosis

Con la mano que tiene el guante estéril tome una gasa y con la mano que tiene el guante limpio vierta un poco de alcohol al 70% con clorhexidina al 2% y aplíquelo en el sitio de punción abarcando un diámetro de 5 a 10cm, de acuerdo con las instrucciones del fabricante.

R. En caso de no contar con este antiséptico, utilice alcohol al 70%, y posteriormente yodopovidona solución al 10%, de acuerdo con las guías de desinfección de los CDC (Centers for Disease Control and Prevention, Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades).²⁰

R. Si la piel está visiblemente sucia, utilice jabón sobre una gasa para limpiar el sitio de venopunción las veces que sean necesarias y retírelo con otra gasa limpia, las veces que sean necesarias.

Selección del sitio de punción

R. Se debe priorizar la selección de la vena antecubital de la siguiente manera (Figura 2)⁶:

1. Vena cubital media (centro)
2. Vena cefálica (externa)
3. Vena basílica (interior)

Extracción de muestra con dispositivo de seguridad

Los puntos de extracción de muestra deben llevarse a cabo con un equipo alado (Figura 3).

1. Colóquese un guante estéril en la mano dominante.
2. Tome el dispositivo de venopunción y colóquelo en la camisa de seguridad.
3. Una vez armado, déjelo sobre el empaque estéril y mantenga la camisa de seguridad afuera del empaque.
4. Tome la aguja con la mano dominante (la mano que tiene el guante estéril) e introdúzcala con el bisel hacia arriba en la vena elegida.
5. Introduzca el frasco del hemocultivo y extraiga entre 8 a 10 mL de sangre, por cada frasco de hemocultivos, en pacientes adultos o de acuerdo con lo indicado por el fabricante (set de frascos).
6. Una vez que se obtuvo la cantidad necesaria, retire el torniquete, retraiga el dispositivo de punción activando el sitio marcado para ello y coloque un algodón con alcohol etílico o isopropílico al 70%.
7. Aplique vendaje compresivo sobre el sitio puncionado, una vez que haya finalizado la extracción de la muestra.
8. Deseche el dispositivo en el contenedor para objetos punzocortantes de acuerdo con la normativa de su país.
9. Retírese los guantes y deséchelos.
10. Posteriormente, realice higiene de manos.¹⁷

Véase la Figura 4.

Extracción de la muestra con jeringa

1. Colóquese un guante estéril en la mano dominante.
2. Tome la jeringa de 20 mL con la mano dominante e introduzca la aguja con el bisel hacia arriba.
3. Extraiga 20 mL de sangre para inocular 10 mL por cada frasco de hemocultivos en pacientes adultos o de acuerdo con lo indicado por el fabricante y para pacientes pediátricos. El volumen para recolectar debe basarse en el peso del paciente o cumplir con lo indicado por el fabricante.⁷
4. Una vez que se obtuvo la cantidad necesaria, retire la jeringa, coloque un algodón con alcohol etílico o isopropílico al 70% y ejerza presión sobre el sitio de punción. Enseguida proceda a la inoculación del frasco, como lo marca el procedimiento.
5. Aplique vendaje compresivo en el sitio de punción, cuando finalice la extracción de la muestra.⁷
6. Deseche la jeringa en el contenedor para objetos punzocortantes de acuerdo con la normativa de su país.¹⁷
7. Retire los guantes y deséchelos.
8. Posteriormente, realice higiene de manos.¹⁷

Véase Figura 5.

Inoculación del frasco con ambos tipos de dispositivos

1. Retire la tapa del frasco y desinfecte con alcohol etílico o isopropílico al 70%; permita el secado de éste antes de colocarse los guantes y proceda a inocular la botella aeróbica, posteriormente la botella anaeróbica; y, en caso de que se use una aguja y una jeringa, utilice un adaptador para inocular la botella anaeróbica primero, para evitar la entrada de aire⁷(Figura 6).
2. La inoculación de sangre se deberá realizar por las paredes del frasco.
3. Si las condiciones del paciente limitan la cantidad de sangre a extraer, se debe priorizar la botella aeróbica, ya que la mayoría de los casos de bacteriemia deriva de bacterias aerobias y facultativas, levaduras y aerobios estrictos como Pseudomonas.⁷
4. Prefiera un sistema de seguridad para realizar la venopunción con el objetivo de reducir riesgos de punción accidental. Si se utiliza una aguja y jeringa, no cambie la aguja entre la venopunción y la inoculación del frasco para evitar accidentes.^6,7,21,22
5. Mezcle por inversión suave (de 3 a 5 veces) para evitar la coagulación de sangre y favorecer la mezcla con el medio de cultivo.
6. Una vez inoculados los frascos, transpórtelos de forma inmediata al laboratorio dentro de contenedores rígidos a temperatura ambiente.
7. Repita los pasos 1 al 5 del procedimiento anterior (inoculación del frasco), entre cada toma de set de hemocultivo.
8. No ponga algodón u otro material estéril sobre la aguja al momento de extraerla de la vena, ya que se corre el riesgo de lesionarla o de sufrir una punción.
9. En caso de no ser posible su envío, mantenga los frascos a temperatura ambiente (18°C a 25°C) y envíelos antes de dos horas.⁷ La dilación de colocar los frascos de hemocultivos en los sistemas automatizados deriva en mayor riesgo de resultados falsos negativos.

Recomendaciones

R. Es importante mantener una relación de 1: 5 ó de 1: 10 de la muestra y el volumen del medio de cultivo. Esta dilución permite neutralizar las propiedades bactericidas de la sangre (complemento, lisozimas, actividad fagocítica de los leucocitos y anticuerpos) y de los agentes antimicrobianos.⁷

R. El volumen recomendado de sangre en pacientes pediátricos debe basarse en el peso del paciente. Debe usarse un frasco aeróbico porque la mayoría de los agentes etiológicos que causa bacteriemias en población pediátrica es aerobia. Sin embargo, de sospechar una infección por bacterias anaerobias, utilice un frasco anaerobio. Se recomienda el cultivo en botella anaeróbica en recién nacidos para situaciones especiales, tales como como antecedentes de ruptura prolongada de membranas, corioamnionitis materna, sepsis de origen abdominal (enterocolitis necrosante) o sepsis nosocomial después de cirugía abdominal.^23-25

R. Inocule como mínimo dos sets de hemocultivos (dos frascos aerobios y dos frascos anaerobios) en paciente adulto y máximo tres en caso de endocarditis por cada episodio de bacteriemia; utilice siempre lugares diferentes de venopunción en 24 horas. Cada set consta de un frasco de hemocultivo para aerobios y frasco de hemocultivo para anaerobios u otro tipo de frasco, dependiendo del microorganismo sospechado.

R. Idealmente, extraiga el hemocultivo antes del inicio de terapia antibiótica. En caso de que el paciente curse con infección y se requiera la administración del agente antimicrobiano inmediatamente, tome las muestras antes o dentro de los 45 minutos posteriores a la administración del antibiótico (preferentemente).⁶

R. Tome los hemocultivos lo antes posible, después del inicio de fiebre o escalofríos.⁷

R. En caso de extraer muestras venosas adicionales, primero realice la toma del hemocultivo con la técnica mencionada anteriormente.

R. Tome los hemocultivos de sitios distintos de forma simultánea para poder iniciar la terapia correspondiente.^7,14

R. Para el paciente adulto, se recomienda extraer la muestra de la vena antecubital de la extremidad superior por venopunción directa.

R. En pacientes pediátricos, extraiga de la región antecubital de extremidades superiores y secundariamente de extremidades inferiores.

R. Nunca palpe la zona de punción tras la antisepsia; si fuera necesario colóquese antes un nuevo guante estéril.

R. El volumen recomendado de sangre para recolectar debe basarse en el peso del paciente. Debe usarse un frasco aeróbico porque la mayoría de los agentes etiológicos que causa bacteriemias en población pediátrica es aerobia. Sin embargo, de sospechar una infección por bacterias anaerobias, utilice un frasco anaerobio. El cultivo en botella anaeróbica en recién nacidos está recomendado para situaciones especiales, como antecedentes de ruptura prolongada de membranas, corioamnionitis materna, sepsis de origen abdominal (enterocolitis necrosante) o sepsis nosocomial después de cirugía abdominal.^23-25

Los dispositivos intravasculares (DIV) han sido de gran utilidad clínica porque permiten un acceso rápido y seguro al torrente sanguíneo. Pueden ser utilizados para la administración de fluidos, productos sanguíneos o fármacos, así como para la monitorización hemodinámica. Se han convertido en un componente esencial de la medicina moderna en los pacientes hospitalizados y ambulatorios; sin embargo, no están exentos de riesgos. Se han descrito complicaciones infecciosas como bacteriemias asociadas al dispositivo intravascular y a la terapia intravenosa, reconocidas como infecciones frecuentes en la atención de la salud.^26-28

Los microorganismos que se aíslan con mayor frecuencia son de la microbiota cutánea, que colonizan tanto la luz como la parte externa del catéter, y tienen capacidad para formar biopelículas. Los que se citan con más frecuencia son los estafilococos coagulasa negativo, Staphylococcus aureus y Candida spp.²⁸

La muestra debe ser recolectada por personal de salud capacitado en el manejo de DIV para evitar el riesgo de contaminación de éste (3.4 a 13% en áreas críticas⁷), por lo que se deberá considerar tomar la muestra en caso de sospecha de infección o en caso de pobreza vascular.

Si existe sospecha de infección relacionada con el catéter, deberán tomarse muestras sanguíneas a través de los diferentes lúmenes de éste, así como una muestra por punción periférica en forma simultánea. Estos resultados permiten establecer el diagnóstico de infección relacionada con el catéter sin el retiro del mismo y así anticipar su tratamiento.

Se ha señalado como indicativo de bacteriemia relacionada con DIV, un tiempo diferencial (valor de corte) de 120 minutos a favor del hemocultivo central con respecto del periférico; su proceso se considera en sistemas de hemocultivos automatizados.^7,29,30

Preparación del material^6,18

• Alcohol etílico o isopropílico al 70% con clorhexidina al 2%
• En caso de alergia, utilice alcohol al 70% con yodopovidona al 10%
• Un par de guantes estériles
• Dispositivo de seguridad para conectar al catéter
• Gasas estériles
• Toallas o algodón con alcohol etílico o isopropílico (70%)
• Frascos para hemocultivo de acuerdo con la sospecha microbiológica (aerobio, anaerobio para adulto, pediátrico)
• Solución salina y jeringa para extraer la solución o jeringa con solución salina precargada
• Conectores libres de aguja
• Etiquetas para registrar los datos del paciente

Extracción de la muestra

1. Lave las manos con agua y jabón antiséptico con clorhexidina al 2% o con solución a base de alcohol, de acuerdo con el procedimiento de la OMS.¹⁷
2. Explique al paciente el objetivo del estudio y el procedimiento a seguir.
3. Reúna el material necesario, incluidos los sets de hemocultivo.
4. Realice nuevamente la higiene de manos y prepare el material a utilizar.
5. Abra los empaques o tapa del siguiente material e insumos correspondientes:
   • Campo hendido estéril
   • Desinfectante
   • Conectores libres de aguja
   • En caso de no contar con los adaptadores de catéter, utilice el de las jeringas necesarias de acuerdo con los lúmenes del catéter.
   • Soluciones fisiológicas de 10 mL necesarias o el número de jeringas precargadas para permeabilizar el catéter, a través de cada uno de sus lúmenes, así como el de conectores libres de aguja.
6. Realice nuevamente higiene de manos.
7. En caso de que se esté infundiendo algún medicamento o soluciones, asegúrese de que la pinza o válvula esté cerrada.
8. Retire la tapa de los frascos de hemocultivo y con algodón o toalla alcoholada al 70%, desinfecte el tapón de hule; permita el secado del desinfectante.
9. Realice nuevamente higiene de manos.
10. En caso de no contar con jeringa precargada, calce uno de los guantes, tome la jeringa estéril y con la otra mano tome la ampolleta de la solución fisiológica y extraiga la solución.
11. Coloque la jeringa al conector libre de aguja e inyecte un poco de solución salina, hasta que salga una gota.
12. Deje en el espacio estéril la jeringa con la solución, conectada al conector libre de aguja. Repita el procedimiento con las jeringas que sean necesarias.
13. Si cuenta con jeringa precargada, sólo abra el empaque de ésta.
14. Impregne una o varias gasas con gluconato de clorhexidina al 2% y alcohol al 70%.
15. Colóquese el otro guante estéril.
16. Tome el campo hendido estéril y colóquelo de forma que queden visibles todos los lúmenes del catéter.
17. Desconecte el sistema de infusión del lumen elegido para la extracción de la muestra. En caso de la presencia de un conector libre de agujas, retírelo y desinfecte el sitio de entrada del catéter venoso central con una gasa impregnada con alcohol con clorhexidina.
18. Coloque la jeringa, extraiga sangre (de 8 a 10 cc), retire la jeringa e inocule el frasco del hemocultivo.
19. Tome la jeringa preparada (o jeringa pre-empacada) con solución fisiológica e inyecte con técnica push-stop a través del lumen por el que se tomó la muestra de sangre.
20. Cuando termine de inyectar la solución fisiológica, retire la jeringa y conecte el sistema de infusión.
21. En caso de tomar la muestra con adaptador libre de aguja, colóquelo sobre la camisa de seguridad, previa desinfección con alcohol con clorhexidina, e inserte el frasco del hemocultivo, extraiga sangre de 8 a 10 cc.
22. Retire el adaptador; déjelo sobre el campo estéril y tome la jeringa con el conector libre de agujas, misma que contiene la solución fisiológica y conéctela al catéter para su permeabilización.
23. Inyecte, con técnica push-stop, la solución a través del lumen por el que se tomó la muestra de sangre.
24. Cuando termine de inyectar la solución fisiológica, retire la jeringa y conecte el sistema de infusión.

Recomendaciones

R. De acuerdo con las precauciones estándar, la persona que tome la muestra sanguínea debe seguir usando los guantes, así como durante la permeabilización del catéter venoso central o de línea media.

R. Identifique el lumen de catéter libre o lumen utilizado para administración de soluciones o medicamentos.

R. No utilice el lumen por donde se encuentren administrando vasopresores, cuando el paciente depende de ellos.

R. Si la cantidad de sangre extraída es menor al volumen recomendado, priorice la botella aeróbica, ya que la mayoría de los casos de bacteriemia deriva de bacterias aerobias y facultativas, así como de levaduras y aerobios estrictos (Pseudomonas).⁷

R. Si utiliza una aguja y jeringa no cambie la aguja entre la venopunción y la inoculación del frasco para evitar punciones accidentales.

R. Mezcle por inversión suave los frascos una vez inoculados de 3 a 5 veces y transpórtelos de forma inmediata al laboratorio; en caso de no ser posible su envío, manténgalos a temperatura ambiente (18°C a 25°C) antes de 2 horas.⁷

R. Se requiere tomar muestra de sangre a través de cada uno de los lúmenes.

R. Etiquete los frascos de hemocultivo inmediatamente después de la extracción de la muestra o puede hacerlo desde el inicio de ésta.

Criterios de rechazo

Se deben rechazar las muestras de hemocultivo y recolectar otra muestra si los frascos de hemocultivo⁷:

1. Están etiquetados incorrectamente (con tachaduras o enmendaduras) o no están etiquetados.
2. Están rotos, dañados o tienen fugas.
3. Contienen anticoagulantes distintos del polianetol sulfonato de sodio.
4. Tienen muestras coaguladas.
5. No se han transportado ni almacenado adecuadamente.
6. Volumen inadecuado.

R. Se recomienda calcular y analizar los indicadores mensualmente para generar acciones preventivas y correctivas correspondientes.

Porcentaje de contaminación

• Número de hemocultivos contaminados x 100 entre el número total de hemocultivos recibidos dentro de un período de tiempo específico (generalmente mensual).
• Porcentaje aceptado: <3% o <1%, óptimo o deseable.
• Para esta definición, el hemocultivo se define como una muestra de sangre obtenida por venopunción.

Porcentaje de botellas de hemocultivo con volumen adecuado de sangre

• ≥80% volumen recomendado
  • Cálculo manual. Se puede utilizar la siguiente fórmula (el factor 0.94 expresa la corrección por la densidad de la sangre):
    Volumen por botella = (peso de la botella después del muestreo - peso de la botella antes del muestreo + peso promedio de la tapa) * 0.94
  • Cálculo automatizado que ofrece el software del equipo.

Número y proporción de un solo frasco de hemocultivo

• El número total de hemocultivos (sólo frasco) por 100 entre el número total de hemocultivos (set = 2 frascos) recolectados durante el período de evaluación mensual.
• Hemocultivos para adultos que constan de un solo frasco de hemocultivo en lugar de al menos dos.
• Los hospitales con mejores resultados tienen sólo 3.4% de hemocultivos únicos.

Cumplimiento de tiempos de traslado

• Intervalo de tiempo desde la toma del hemocultivo hasta la incubación (introducción al sistema automatizado de hemocultivos).
• Número de hemocultivos recibidos en tiempo adecuado x 100 entre número total de hemocultivos recibidos.
• Tiempo aceptado: < 2 horas.

Porcentaje de contaminación de los hemocultivos de sangre periférica (SP)

• Número de botellas de hemocultivo contaminadas (SP) x 100 entre el número total de botellas de hemocultivo (SP) tomadas.

Porcentaje de solicitudes incorrectas

• Número de solicitudes incorrectas por 100 entre el número total de solicitudes recibidas dentro de un período de tiempo específico.
• Porcentaje aceptado: ≤ 0.5%